Práctica 4

Instituto Tecnológico de Estudios Superiores de Monterrey

Campus Puebla

Escuela de Ingeniería y Ciencias Aplicadas

Departamento de Biotecnología

Laboratorio de Química Experimental-Q.1014.01

Dr. Isaac Monroy

Mtro. Víctor H. Blanco

Práctica 4: Técnicas experimentales básicas en el laboratorio de química: extracción, sublimación y cristalización.

Equipo 7:

Laura Barba Castillo A01322562

Alejandro Larios Campos A00399515

Rodrigo E. Hernández Jiménez A01324406

Brenda Berenice Jerónimo Atanacio   A01324138

Fecha de entrega: jueves 31 de enero de 2013

Objetivos

   ·         Desarrollar las habilidades motrices necesarias para manejar adecuadamente las sustancias, el equipo y el material de laboratorio.

   ·         Conocer las técnicas básicas de separación de mezclas: extracción, sublimación y cristalización.

   ·        Identificar los métodos para separar los componentes de una mezcla y adquirir habilidad en la aplicación de diferentes métodos a través de la experiencia en el laboratorio.

   ·         Determinar constantes físicas como puntos de fusión en sustancias puras y mezclas.

Introducción

A pesar de que existen sustancias puras, en la naturaleza cualquier sustancia se encuentra mezclada o combinada con alguna otra, es por ello la importancia del uso de los métodos de separación de mezclas. En las mezclas, los componentes conservan sus propiedades físicas y químicas  y es mediante el uso de separaciones como las sustancias pueden ser aisladas. Es importante conocer y familiarizarse con las propiedades de los compuestos individuales de la mezcla antes de elegir un método apropiado.

     Los métodos de separación buscan aislar alguna sustancia relevante para quien la extrae, pero cada método está diseñado para usarse con determinadas sustancias que cumplen con las propiedades indicadas para ser separado por dicho método.

     El punto se fusión es importante para determinar a través de tablas algún compuesto o sustancia desconocida, Para reportar el punto de fusión se debe registrar la temperatura a la que la sustancia comienza a fundirse y la temperatura a la que la sustancia está totalmente líquida, esto se debe a la presencia de impurezas que impiden la homogeneidad de la absorción de calor.

     Los carotenoides son pigmentos vegetales que se dividen en carotenos (que contienen oxigeno) y xantofilas (que son puramente hidrocarburos y no contienen oxigeno). Los carotenoides absorben la luz azul y son pieza clave en plantas y algas ya que pueden usarla en la fotosíntesis  y protegen a la clorofila del fotodaño. En los humanos los carotenos tienen actividad de vitamina “A” y pueden actuar como antioxidantes.

Desarrollo

Actividad 1. Para la separación de beta carotenos y xantofilas se realizó el siguiente procedimiento.

   1. Se cortó una zanahoria en pequeños trozos y se trituró en un mortero hasta formar un puré, de igual forma se molieron dos hojas de espinaca.

  2. Posteriormente se colocó el puré, por separado, en un vaso de precipitado de 400ml al que se le agregó agua y se dejó hervir por 15 minutos.

   3. Se coló el puré usando un papel filtro y un embudo para quitar el exceso de agua.

   4. Se colocó el puré en un matraz de Erlenmeyer de 250ml y se agregó 30ml de hexano previamente medidos en la probeta. Dejándolo reposar por 10 minutos y agitando ocasionalmente.

   5. Se prosiguió a decantar el hexano en un vaso de precipitado de 250ml para quitar la pulpa.

   6. El líquido decantado se vació en un embudo de separación.

Figura 1. Colación del puré de zanahoria por medio de papel filtro.

Fuente. Laboratorio de Química Experimental, ITESM, Campus Puebla

Actividad 2. Extracción

   1. El embudo se colocó en un soporte universal por medio de unas pinzas de nuez.

  2. El líquido decantado se vació en el embudo y se agregaron 50ml de metanol. Se agitó y se dejó reposar para que se lograra una separación de las dos fases.

   3.  Se recolectaron las dos fases por separado en vasos de precipitado de 250ml.

   4.  De la capa metanólica se tomaron 2ml y se colocaron en un tubo de ensayo para que se realizara la prueba de xantofilas.

   5. Después de agregaron 2ml de HCl concentrado.

  6. Para la capa hexanoica también se tomaron 2ml de solución que se colocaron en un tubo de ensayo. Posteriormente se pesó 0.1g de nitrito de sodio que se agregó al tubo de ensayo. Se adicionó 2.25ml de agua destilada y 0.75ml de ácido sulfúrico al tubo. Esta es la prueba para beta carotenos.

Figura 2. Equipo para la separación de la parte metanoica y hexanoica.

Fuente. Laboratorio de Química Experimental, ITESM, Campus Puebla

Actividad 3. Punto de fusión de un sólido

   1. Se tomó un tubo capilar, el cual fue sellado de un lado usando el mechero y haciendo contacto con la uña para cerrarlo.

   2. De un vidrio de reloj se tomó aproximadamente 1mm de la sustancia sólida y se hizo bajar suavemente.

  3. Se sujetó el capilar a la parte inferior del termómetro por medio de una liga y se introdujeron en el tubo Thiele, previamente llenado con vaselina líquida, siendo sujetados por un tapón colocado el en termómetro.

   4. Se calentó el tubo Thiele por el extremo hasta que se observó la fusión del sólido. Cuando esto ocurre, el sólido se hace transparente.

   5. Se registraron dos medidas de temperatura, la primera cuando el sólido comienza a fundirse y la segunda cuando toda la muestra es líquida. Se suspendió el calentamiento.

Figura 3. Recolección de la sustancia en el tubo capilar

Fuente. Laboratorio de Química Experimental, ITESM, Campus Puebla

Figura 4. Representación del montaje del tubo Thiele para la determinación de punto de fusión.

Fuente. Cervantes B. 2009

Actividad 4. Purificación de cafeína por sublimación

   1.       Se colocó un poco de cafeína impura en un matraz Erlenmeyer.

   2.       Se introdujo un tubo de ensayo al matraz, el cual se selló con algodón.

   3.       Se colocaron hielos dentro del tubo de ensayo para acelerar la formación de los cristales.

   4.       Se calentó en un mechero el matraz con el tubo hasta que se observó la formación de cristales.

   5.       Se detuvo el calentamiento y se observaron los cristales.

   6.       Se lavó el material.

Figura 5. Equipo para la sublimación de la cafeína (matraz con café y tubo de ensayo con hielo)

Fuente. Laboratorio de Química Experimental, ITESM, Campus Puebla

Resultados

a) Determinación de punto de fusión

Se reportó un rango de fusión observado entre 124 y 134°C.

b) Separación y Extracción de Carotenos y Xantofilas

Los resultados de las pruebas para detección de Xantofilas y Beta-Caroteno se presentan en la siguiente tabla.

Tabla. Resultado de las pruebas de Xantofilas y Beta-Caroteno de Espinaca y Zanahoria.

Prueba	Observaciones de cambio de color	Resultado de la prueba
Xantofilas	No se observó	Negativo
Beta-caroteno	Prueba fallida	No aplica

   Fuente. Laboratorio de Química Experimental, ITESM, Campus Puebla.

c) Purificación de Cafeína Impura usando la Técnica de Sublimación

Se observaron cristales adheridos a la superficie del tubo de ensayo cuyas  propiedades físicas  se presentan a continuación.

Tabla. Propiedades físicas de la cafeína durante el proceso de purificación por sublimación.

Propiedades	Cafeína Impura	Cafeína Pura
Color	Café oscuro	Blanco-amarillo
Olor	Amargo	-
Aspecto	Polvo	Cristales

Fuente. Laboratorio de Química Experimental, ITESM, Campus Puebla. 

Figura 6. Sublimación de la cafeína

Fuente. Laboratorio de Química Experimental, ITESM, Campus Puebla.

Figura 7. Tubo de ensayo con cristales de cafeína

Fuente. Laboratorio de Química Experimental, ITESM, Campus Puebla.

Discusión

a) Determinación de punto de fusión

En base al intervalo de fusión obtenido se puede realizar las siguientes afirmaciones. De acuerdo con la tabla proporcionada en la práctica, el compuesto cuyo punto de fusión es más cercano a rango reportado corresponde a la urea, cuyo punto de fusión es de 133°C. El intervalo es de 10°C, lo que podría deberse a impurezas presentes en la muestra, ya que las sustancias puras poseen intervalos pequeños (entre 0.5 y 2°C) sin embargo, esto implicaría una disminución en el punto de fusión observado de la Urea, el cual es mayor. Otra razón podrá deberse a errores en la lectura, relacionados con la velocidad de calentamiento; si la tasa de calentamiento es superior a los 2°C por minuto, se dará lugar a una diferencia entre el equilibrio térmico de la sustancia en el capilar y la vaselina en el tubo de Thiele. Esta última está en contacto directo con el termómetro, lo que genera errores en la lectura. (Lide, 2010; Lamarque et al, 2008; Cervantes, 2009)

Otra fuente de error sistemático procede de la calibración del termómetro, el cual puede registrar temperaturas por encima o debajo del valor reportado en la literatura. Esto se soluciona con una gráfica de calibrado. Múltiples ensayos de esta sustancia deben ser llevados a cabo para determinar con más precisión la razón de este intervalo. (Dupont & Gokel, 1985)

b) Separación y Extracción de Carotenos y Xantofilas

La prueba de Beta-carotenos no se realizó debido a que la adición rápida de ácido sulfúrico provoco una reacción exotérmica explosiva con el agua. En cuanto a la prueba de xantofilas, el resultado fue negativo, debido a que no se observó un cambio de color a azul.  (Sulfuric Acid MSDS, 2005; American Water Works Association, 2010)

A pesar que la solución con hexano adquirió un aspecto coloreado naranja, este era muy tenue, contrario a la muestra de zanahoria, la cual poseía un color intenso, por lo que el rendimiento de extracción fue muy bajo (Figura).  Este rendimiento podría aumentarse procesando más la muestra de zanahorias en el mortero y  aumentando el volumen de hexano o utilizando solventes alternativos como el etanol, en el cual los carotenoides también son solubles.  (Lide, 2010)

Figura 8. Separación de pigmentos carotenoides de zanahoria.

Fuente. Laboratorio de Química Experimental, ITESM, Campus Puebla.

A partir de la separación en hexano, se esperó extraer xantofilas en la fase metanólica del embudo de extracción, debido a que este compuesto es mas afín  por la presencia de los grupos hidroxilos en su estructura. (Figura) Sin embargo, no se observó su presencia en solución con ácido clorhídrico, debido a que en zanahoria representan el el 10% de los carotenoides (junto con el alfa-caroteno), y los rendimientos de extracción mencionados anteriormente fueron muy bajos. (Baudi, 1993; Lide 2010)

Figura 9. A) Estructura química del Beta-Caroteno. C) Estructura química de las Xantofilas (β-ε-Carotene-3-3´-diol)

Fuente. (Lide, 2010)

c) Purificación de cafeína por sublimación

El café instantáneo debe su color café obscuro a que está formado por una mezcla de diferentes compuestos, los cuales son: Hidratos de carbono 41.10 g, agua 3.10 g, calcio 141.00 mg, hierro 4.40 mg, magnesio 327.00 mg, fósforo 303.00 mg, potasio 3,536.00 mg, sodio 37.00 mg, zinc 0.40 mg, cobre 0.10 mg, manganeso 1.70 mg, selenio 12.60 mcg, proteína 12.20 g, grasas 0.50 g. (café en polvo, soluble Nescafé) En promedio 100gr de café instantáneo contienen 4g de cafeína.

Al calentar la muestra y llegar a la temperatura de sublimación de la cafeína, la  cual es 90°C, lo que se legra es separar esta sustancia de los demás componentes orgánicos del café. La cafeína se encuentra ahora en estado gaseoso y al tocar el tubo con hielo que se encuentra alrededor de los 0°C la cafeína se solidifica formando cristales blancos. (Lide, 2010)

Cuestionario

     1.       ¿Qué son los carotenoides y en qué se clasifican?

Los carotenoides son una clase de pigmentos naturales que son sintetizados por las plantas y son responsables de los colores brillantes de varias frutas y verduras. Hay varias docenas de carotenoides en los alimentos que comemos y la mayoría de estos carotenoides tienen actividad antioxidante. Las mezclas de carotenoides o asociaciones con otros antioxidantes pueden aumentar su actividad contra los radicales libres. Los carotenoides pueden promover la salud cuando se toman en niveles dietéticos, pero pueden tener efectos adversos cuando se toman en dosis altas.

Químicamente los carotenoides se dividen en dos grupos: carotenoides hidrocarbonados, denominados carotenos, y carotenoides oxigenados, denominados xantofilas. Estos 2 grupos pueden ser estructuralmente subdivididos en 7 grupos:

• Hidrocarburos: Son carotenoides que presentan en su estructura solamente átomos de carbono e hidrogeno. Este grupo está representado por los carotenos (α, β, ᵞ)

• Alcoholes: Son carotenoides que poseen un grupo hidroxilo (OH-). Las verduras tienen xantofilas como la criptoxantina (3-hidroxi- β-caroteno) encontrada en frutas como el maíz amarillo.

• Cetonas: Son carotenoides que poseen grupos carbonilos, por ejemplo: la equinenona (4-ceto- β-caroteno) encontrada en invertebrados marinos.

• Epóxidos: Son carotenoides que presentan oxigeno entre carbonos formando ciclos, ejemplo: la flavoxantina (5,6,5,6’-di-epoxi-zeaxantina)

• Éteres: Son carotenoides que presentan oxigeno entre carbonos como la espiriloxantina (dimetoxil-licopeno)

• Ácidos: Son carotenoides que poseen un grupo carboxilo ligado a una extremidad de la cadena carbónica pues poseen un anillo. El ejemplo principal es la crocetina, pigmento del azafrán.

• Ésteres: Son carotenoides que tienen un grupo carboxilo entre carbonos, engloban: a) ésteres de ácidos caroténicos como la bixina pigmento del achiote rojo, b) ésteres de xantofilas como ácidos grasos comunes.

Fuente. (Moráis, 2006)

2. Menciona 3 mezclas que puedan separarse por filtración y 3 por sublimación.

·         Filtración:

i)        Fe₂O₃ + agua

ii)       Al₂O_{3 +} Solución acuosa

iii)     Grafito + Agua

·         Sublimación:

i)        CO₂

ii)       I

iii)     Nafta de alquitrán de hulla (p-diclorobenceno)

Fuente. (Seese, 1996)

3.  ¿Cuántos tipos de extracción puede haber? Menciona un ejemplo para cada uno de ellos.

_·          Extracción simple. Esta técnica consiste en realizar una equilibracion entre ambas fases. Se utiliza  cuando el valor de la relación de distribución del componente a separar es elevado mientras que el de los restantes es próximo a cero, de forma que el factor de separación tiene un valor alto.

Ejemplo: H₂O + CCl₄

_·          Extracción por contracorriente. Es aquella en la que ambas fases se mueven en direcciones opuestas y están en contacto continuo, tal como ocurren en la destilación fraccionada. Se extrae la fase de contacto con porciones nuevas de los disolventes. Ejemplo: Obtención de éter isopropílico para extraer una solución acuosa de ácido acético.

_·          Extracción por circulación. En esta técnica se utiliza un flujo continuo de disolvente orgánico a través de una disolución acuosa que contiene la mezcla a separar. Si el disolvente es volátil puede ser reciclado mediante destilación y condensación. Ejemplo: Utilización del extractor Soxhlet con un disolvente orgánico a través de una solución acuosa.

_·          Extracción de pares iónicos. En este tipo de extracción el ion metálico forma, generalmente, un compuesto cargado que puede ser un complejo, un quelato  o un compuesto de tipo salino, y su carga se neutraliza con una especie de carga opuesta que actúa como contra-ion. Puesto que la mayoría de las especies inorgánicas son iónicas e insolubles en disolventes inmiscibles con el agua, esta es una forma simple de transformarlas en compuestos no cargados y extraíbles.

Ejemplo: Extracción de Quelatos neutros.

^·          Extracción por solvatación.  La extracción se posibilita en este caso porque las moléculas  del disolvente se solvatan a los iones que forma el par. Se utilizan  disolventes oxigenados ya que debido al carácter  básico del oxígeno éste puede interaccionar con el protón o con el ión metálico. Para este fin se usan: éter etílico, cetonas y disolventes órgano-fosforados.

Ejemplo: Extracción de Fe III en éter etílico por la formación  del complejo clorurado  FeCl₄^-

·         Extracción de aniones inorgánicos. El método implica la congelación y la descongelación repetida de las muestras en lugar de la homogeneización o la digestión de ceniza húmeda.

Ejemplo: Extracción de iones inorgánicos, Ca, Mg, Mn, K, y P  y poliaminas celulares de pequeñas cantidades de madera y tejidos vegetables.

·         Extracción de ácidos y bases. Los ácidos  y bases orgánicos se pueden separar el uno del otro y de los compuestos neutros por extracción usando soluciones acuosas de diferentes valores de pH. Los ácidos carboxílicos más orgánicos son insolubles o ligeramente solubles en agua, pero estos compuestos son altamente solubles en hidróxido de sodio acuoso diluido porque el ácido se desprotona por la base  de la producción  de la sal  del carboxilato de sodio de esta manera puede extraerse el ácido. Ejemplo: extracción de ácido benzoico a partir de naftaleno.

·         Extracción Sólido-Líquido. Es un método que permite componentes solubles para ser removido de solidos utilizando un disolvente.

Ejemplo: extracción de aceites a partir de semillas o de lixiviación de sales de metales a partir de minerales.

Fuente. (Valcárcel, 1998); (Harris, 2007)

4. ¿Es qué consiste la cristalización por evaporación?

Es una forma sencilla de hacer cristales y que funciona mejor para compuestos que no son sensibles a las condiciones ambientales en el laboratorio. Para realizarla se siguen ciertos pasos:

1)      Se debe preparar una solución del compuesto en un disolvente adecuado, la cual debe ser saturada o casi saturado.

2)      Transferir la solución a un plato de cristal limpio. La cubierta para el recipiente no debe ser hermético al aire. Papel aluminio con algunos agujeros funciona bien, o una pieza plana de vidrio como un portaobjetos de microscopio.

3)      Colocar el recipiente en un ambiente tranquilo y dejar que evapore. Este método funciona mejor cuando existe material suficiente para saturar al menos unos pocos mililitros de disolvente.

Fuente. (Holden, 1960)

 5. ¿Por qué deben anotarse las dos temperaturas (inicio y término) de un punto de fusión?

Es debido a la presencia de impurezas en la muestra, esto hace que se funda en un intervalo de tiempo. Por lo general el punto de fusión se reporta como un intervalo de fusión (las temperaturas en las que la muestra se funde). (Department of Chemestry, 2004)

Conclusión

Se determinó un intervalo de fusión de 124-134ºC para la muestra incógnita y se concluyó que corresponde a Urea con alto grado de impureza. Esta medición fue afectada por múltiples errores sistemáticos, como la falta de calibración del termómetro y un calentamiento rápido.

     La prueba de xantófilas fue negativa para la extracción de carotenoides de zanahoria, por bajos rendimientos en el procedimiento. En cuanto a la prueba de carotenos, esta medición no se concluyó debido a errores sistemáticos en la mezcla de reactivos, lo que generó una reacción explosiva entre el agua y el ácido sulfúrico.

     Finalmente, se obtuvo cafeína purificada a partir de una muestra de café instantáneo por el método de sublimación. Como residuos se generaron soluciones acuosas de ácidos sulfúrico y clorhídrico, los cuales fueron desechados en el contenedor de ácidos inorgánicos. También se generaron residuos orgánicos procedentes de la extracción de Beta-Caroteno, Xantófilas de Zanahoria;  y residuos de cafeína los cuales se dispusieron en el contenedor de residuos orgánicos.

Bibliografía

American Water Works Association (2010) Algae: a source to treatment. American Water Works Association. ISBN: 978-1-58321-787-0

Baudi, S (1993) Química de los Alimentos. Longman de México Editores, S.A. de C.V. México. ISBN: 968-444-152-5

Cervantes, B. (2009) Manual pedagógico de prácticas de química general en microescala. (3ra ed.) Universidad Iberoamericana A.C. México D.F., México.

Department of Chemestry (2004) Melting Point Determination.

Dupon, H. & Gokel, G. (1985) Química orgánica experimental. Reverté S.A. Barcelona, España. ISBN: 978-84-291-7155-6.

Harris, D. (2007). Análisis Químico Cuantitativo. Reverte. Barcelona, España.

Holden, A. (1960) Crystal Growing. Doubleday. New York, U.S.A.

Lamarque, A. Zygadlo, J. Labuckas, D. López, L. Torres, M. Maestri, D. (2008) Fundamentos teórico-prácticos de química orgánica. (1º ed.) Editorial Encuentro. Argentina. ISBN: 978-987-1432-09-7.

Lide, R. (2010) CRC Handbook of Chemistry and Physics. (90 ed.) CRC Press.

Moráis, F. (2006) Carotenoides: Características Biológicas y Químicas. Brasilia. Recuperado 30 de enero de 2013 de: http://bdm.bce.unb.br/bitstream/10483/546/1/2006_FlaviaLuisaMorais.pdf

Seese, W. (1996) Química. Pearson.

Sulphuric Acid MSDS. (2005) Sciencelab.com. Recuperado el 29 de enero de 2013 de http://www.sciencelab.com/msds.php?msdsId=9925146

Valcárcel, M. (1988) Técnicas Analíticas de Separación. Reverte. España.